DISECCIÓN DE UN PEZ

DISECCIÓN DE UN PEZ (JUREL)

MATERIALES

-Jurel

-Cubeta de disección

Bandeja de corcho

-Tijeras, pinzas y bisturí

-Portaobjetos y cubreobjetos

-Microscopio óptico

PROCEDIMIENTO

1. Estudiamos la morfología externa del jurel, que se divide en cabeza (Img 1), tronco (Img 2) y cola (Img 3)

Img 1 (Cabeza)

Img 2 (Tronco)

Img 3 (Cola)

2. Extraemos una escama y la colocamos en el microscopio para observar su estructura. El número de círculos concéntricos determina la edad del pez.

3. Para estudiar las branquias las extraemos del jurel y observamos su anatomía.

4. Ponemos las branquias en el microscopio y observamos.

5. Estudiamos la cavidad visceral del jurel: realizamos un corte desde el inicio del tronco lasta el ano, otro sobre la línea lateral y dos paralelos para observar el interior.

6. Nuestro jurel tenía anisakis y la observamos al microscopio:

DISECCIÓN DE UN MEJILLÓN

DISECCIÓN DE UN MEJILLÓN

MATERIALES

-Mejillón vivo y mejillón muerto

-Cubera de disección

-Pinzas

-Bisturí

-Alfileres

-Cubre y porta objetos

-Microscopio óptico

OBSERVACIONES

    1. Observamos la estructura externa de los mejillones.(Img 1)

2. Observamos la cara interna de la concha del mejillón (Img 2)

3. Estudiamos el cuerpo del mejillón muerto en vista lateral. (Img 3)

   4. Estudiamos el cuerpo por la cara ventral del mejillón vivo. (Img 4) 

Img 1

Img 2

Img 3

Img 4

5. Ahora, cortamos con las tijeras un cacho de branquia, la ponemos sobre el portaobjetos y cubrimos con el cubreobjetos.

6. Observamos con el microscopio.

Branquias aumento x400 

DISECCIÓN DE CRUSTÁCEO DECÁPODO

DISECCIÓN DE CRUSTÁCEO DECÁPODO

MATERIALES

-Langostino

-Pinzas

-Punzón

-Tijeras/Bisturí

-Corcho para apoyar

PROCEDIMIENTO

 1. Apoyar el crustáceo sobre su cara ventral y cortamos la membrana del primer segmento abdominal para extraer el cefalotórax.(IMG 1)

2. Realizar dos cortes (a cada lado del cefalotórax) y extraer la capa de tejido conjuntivo para observar las estructuras.

3. Extraer las estructuras visibles y observar.

OBSERVACIONES

IMG1

Partes que pudimos observar

Esqueleto externo

DISECCIÓN DE CORAZÓN DE TERNERA Y APARATO RESPITATORIO DE CERDO

En esta práctica haremos la disección de corazón y veremos como el aparato respiratorio de un cerdo.

MATERIALES
-Corazón de cerdo o ternera
-Pinzas de disección
-Bisturí
-Punzón
-Tijeras
-Guantes de látex

PROCEDIMIENTOS

1. Realizamos dos cortes en diagonal de izquierda a derecha como vemos en la img1.

2. Observamos os ventrículos, las válvulas atrioventriculares, la pulmonar y la aórtica y los pilares tendinosos.

3. Con ayuda de las pinzas, separamos las válvulas como podemos ver en la última imagen.

                Img 1

 Ambas pinzas introducidas por las válvulas aórtica (pinza de la izquierda) y vena cava hacia aurícula derecha (pinza de la derecha).
 

ESTUDIO DEL APARATO RESPIRATORIO Y CORAZÓN DE CERDO

OBSERVACIÓN DE CÉLULAS QUE ACUMULAN ALMIDÓN EN PATATA

OBSERVACIÓN DE CÉLULAS QUE ACUMULAN ALMIDÓN EN PATATA

En esta práctica observaremos los aminoplastos en patatas.

Materiales

• Microscopio
• Portaobjetos y cubreobjetos (2)
• Pinzas
• Tijeras
• Cuchilla o bisturí
• Rotulador de vidrio
• Lugol
• Agua 
• Patata

Procedimiento:

1. Cortamos una fina capa de patata, casi transparente, para intentar conseguir una sola capa de células. 
2. Cortamos con las tijeras y colocamos la capa de patata en dos portas distintos.
3. En uno de ellos añadimos dos gotas de agua y en el otro dos de Lugol.
4. Colocamos el cubre y presionamos.
5. Observamos las dos muestras con el microscopio; 

Observaciones:

1. Muestra con agua (x450)

2. Muestra con Lugol. (x650)

1. 
   
   En la primera imagen podemos ver la muestra con agua, por lo que solo podemos distinguir la pared celular de estas y no lo contenido en su interior. En cambio, en la segunda imagen podemos ver cómo el almidón se ha teñido por completo y sacamos la conclusión de que estas células almacenan la sustancia.

OBSERVACIÓN DE PROCESOS OSMÓTICOS EN EPIDERMIS DE CEBOLLA

OBSERVACIÓN DE LOS PROCESOS OSMÓTICOS EN EPIDERMIS DE CEBOLLA

En esta práctica observaremos como reaccionan las células de la epidermis de cebolla a tres agentes externos: agua de grifo, agua destilada, y agua salada.

MATERIALES

• Microscopio
• 3 Porta y cubre objetos 
• 1 Cebolla
  
• Cuentagotas
• Bisturí
• Pinzas
• Tijeras

3 Recipientes con:

• Agua destilada
• Agua de grifo
• Agua saturada de sal

PROCEDIMIENTOS

1. Extraemos la epidermis de la parte cóncava de la cebolla ayudándonos de las pinzas y el bisturí, como vemos en la imagen 1.
2. Colocamos tres pequeños trozos en cada uno de los tres portas.
3. Añadimos en una muestra una gota de agua de grifo, en otro una gota de agua destilada, y en otro una gota de agua saturada de sal. Los marcamos para no confundirlos y esperamos unos minutos. (Imagen 2)
4. Quitamos el exceso de agua con papel (dejando que absorba) y colocamos el cubre.
5. Observamos cada una de las muestras.

Imagen 1                            Imagen 2

OBSERVACIONES Y RESULTADOS
       
                1. AGUA DE GRIFO

Aquí podemos ver las células de la cebolla en un medio isotónico, por tanto sus paredes celulares no se han modificado.

           2. AGUA DESTILADA

Las células en un medio hipotónico, como es el agua destilada, se hinchan ya que absorben el agua del exterior para intentar equilibrar la concentración de sal. Podemos ver como la pared celular se ha engrosado. 
(Aumentos: x600, x450, x250, respectivamente.)

                3. AGUA SATURADA DE SAL

El agua salada es un medio hipertónico, ya que contiene sal en exceso. En este caso, las células sufren el fenómeno de plasmólisis, es decir, el agua que hay en el interior de la célula es expulsado para que la saturación de sal en el exterior se equilibre. En la última imagen podemos ver la pared celular y en su interior, la vacuola de la célula en menor tamaño.

OBSERVACIÓN DE TEJIDOS VEGETALES

OBSERVACIÓN DE TEJIDOS VEGETALES

En esta práctica hemos observado distintos tejidos vegetales, pertenecientes a distintas plantas.

1. Materiales:

• Microscopio
• Preparaciones histológicas vegetales.
  
  

2. Metodología:

1. Colocamos el microscopio óptico con el ocular hacia nosotros y movemos el revólver para comenzar a ver las muestras con el menor aumento y encendemos la luz.
2. Colocamos nuestra muestra (tejido animal en este caso) en la pletina y comenzamos a observar colocando el ojo en el objetivo del microscopio.
3. Una vez observando, rotaremos el macrómetro para poder enfocar la muestra y la movemos para observarla completamente.
4. Cuando lleguemos a una zona que queramos ampliar giramos el revólver para colocar el objetivo de aumento medio, y enfocamos con la ayuda de macrómetro y micrómetro.
5. Finalmente, si queremos conseguir una máxima ampliación de la muestra colocamos el objetivo de mayor aumento.

3. Resultados de mi observación:

A) SISTEMA VASCULAR

-Xilema corte longitudinal (aumento máximo x750)

https://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/thumb/6/66/Xilema_em_corte_longitudinal.jpg/800px-Xilema_em_corte_longitudinal.jpg

-Xilema corte transversal (aumento medio x600)

-Floema longitudinal

B)EPIDERMIS

C) SISTEMA FUNDAMENTAL

-Raíz dicotiledónea estructura primaria (máximo aumento x750)