OBSERVACIÓN DE TEJIDOS VEGETALES

OBSERVACIÓN DE TEJIDOS VEGETALES

En esta práctica hemos observado distintos tejidos vegetales, pertenecientes a distintas plantas.

1. Materiales:

• Microscopio
• Preparaciones histológicas vegetales.
  
  

2. Metodología:

1. Colocamos el microscopio óptico con el ocular hacia nosotros y movemos el revólver para comenzar a ver las muestras con el menor aumento y encendemos la luz.
2. Colocamos nuestra muestra (tejido animal en este caso) en la pletina y comenzamos a observar colocando el ojo en el objetivo del microscopio.
3. Una vez observando, rotaremos el macrómetro para poder enfocar la muestra y la movemos para observarla completamente.
4. Cuando lleguemos a una zona que queramos ampliar giramos el revólver para colocar el objetivo de aumento medio, y enfocamos con la ayuda de macrómetro y micrómetro.
5. Finalmente, si queremos conseguir una máxima ampliación de la muestra colocamos el objetivo de mayor aumento.

3. Resultados de mi observación:

A) SISTEMA VASCULAR

-Xilema corte longitudinal (aumento máximo x750)

https://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/thumb/6/66/Xilema_em_corte_longitudinal.jpg/800px-Xilema_em_corte_longitudinal.jpg

-Xilema corte transversal (aumento medio x600)

-Floema longitudinal

B)EPIDERMIS

C) SISTEMA FUNDAMENTAL

-Raíz dicotiledónea estructura primaria (máximo aumento x750)

EXTRACCIÓN DE ADN

EXTRACCIÓN ADN EN HÍGADO

En esta práctica, procederemos a la extracción de ADN de un hígado de pollo. La extracción de debe al hecho de que los iones salinos son atraídos a las cargas negativas del ADN permitiendo su disolución y posible extracción de la célula. Consiste en romper las células mediante un detergente, con el que se vacía el contenido molecular en una disolución tampón, en la que se disuelve el ADN. En este paso tenemos un surtido de restos (ARN, carbohidratos, proteínas...) Las proteínas asociadas al ADN forman cadenas largas, que se dividen en cadenas pequeñas por la solución tampón, y por tanto, podemos observar perfectamente el ADN.

MATERIALES:

-Hígado de pollo                                                -Mortero

-Agua                                                                -Trapo

-Sal de mesa                                                     -Arena de playa

-Bicarbonato sódico                                          -Vaso

-Detergente líquido                                          -Gradilla

-Alcohol etílico 96º                                          -Tubos de ensayo 

-Varilla fina.                                                    -Embudo de vidrio.

PROCEDIMIENTO:

1. Cortamos el hígado en pequeñas porciones y lo trituramos completamente con el mortero, en el que añadimos arena para facilitar el proceso.

                                                                                                   

2. Añadimos agua y vertimos la mezcla en un tubo de ensayo con la ayuda de un trapo y de un embudo para deshacernos de los restos sólidos.

3.Preparamos la solución tampón:

                   -10ml de agua destilada.

                   -1g de sal de mesa

                   -2,5 g de bicarbonato sódico

                   -3ml de detergente líquido.

4. En un recipiente limpio, mezclamos 5ml del triturado de hígado y 10ml del tampón. Agitar durante 2 minutos.

5. Una vez mezclado, retiramos 5ml del caldo molecular, lo vertimos en un nuevo tubo de ensayo, y añadimos 3-4ml de alcohol etílico, dejándolo escurrir por las paredes del tubo de ensayo despacio.

6. Se introduce la punta de la varilla justo debajo de la separación entre el alcohol y el tampón y remover, haciendo círculos suavemente, hasta que se enrollen los fragmentos de ADN. Observar resultados:

                   

RESULTADOS:

ESTUDIO DE LA MITOSIS EN CÉLULAS DE LA RAÍZ DE CEBOLLA

ESTUDIO DE LA MITOSIS EN CÉLULAS DE LA RAÍZ DE CEBOLLA

En esta práctica observaremos la mitosis de las células de la cebolla, más concretamente de aquellas localizadas en los extremos de las raíces. Ahí se encuentran los meristemos; los tejidos que permiten el crecimiento de la planta.

MATERIALES:

-Microscopio                                                     -Frasco lavador

-Portaobjetos                                                     -Mechero de alcohol

-Cubreobjetos                                                   -Tijeras

-Lanceta estéril                                                 -Vaso de precpitados

-Cubierta de tinción                                          -Vidrio de reloj

-Pinzas                                                              -Orceína A

-Palillos                                                             -Orceína B

PROCEDIMIENTO:

Img 2

Img 1

1. Llenar el vaso de precipitados con agua y colocar el bulbo de cebolla con cuatro palillos de forma que las raíces queden inmersas en el agua. Dejar reposar durante 3-4 días hasta que hayan crecido pequeñas raicillas de ésta.  (Como en Img 1)

2. Vertimos 2-3ml de Orceína A en un vidrio de reloj y depositamos en en él  2-3 mm de una de las raicillas que hemos cortado. (Img 2)

Img 3

3. Calentamos suavemente el vidrio de reloj en el mechero durante 8 minutos evitando la  ebullición y paramos cuando aparezcan vapores   tenues. (Img 3)  

4. Con las pinzas, cogemos uno de los extremos de las raicillas colocadas en el vidrio y lo colocamos en un portaobjetos. Añadimos 1 gota de orceína B y dejamos reposar 1 minuto.



5. Con papel de filtro, secamos lo restante y colocamos  un cubreobjetos sobre la raíz. Damos unos golpecitos con las pinzas para que la raíz quede extendida.

6. Finalmente, para que el portaobjetos solo muestre una capa de células, colocamos papel de filtro cobre el cubreobjetos y hacemos una suave presión evitando el resbale. 

7. Observamos al microscopio el resultado.

RESULTADOS

Cuando observamos al microscopio, la orceína A ha reblandecido las membranas celulares y la orceína B ha realizado la tinción. Hemos conseguido ver;

RECONOCIMIENTO DE PRÓTIDOS

RECONOCIMIENTO DE PRÓTIDOS

MATERIALES:

-Tubos de ensayo                                         -Solución HCl (concentrado)

-gradilla                                                        -Alcohol etílico  

-Mechero                                                      - Solución SO4Cu (1%)

-Vasos de precipitados.                                -NaOH (220%)

-Pipetas                                                         -Leche

- Albumina (1-2%)

1. COAGULACIÓN DE LAS PROTEÍNAS

Cuando calentamos a más de 70ºC o añadimos una solución salina, alcohol o ácidos a una proteína se forman coágulos debido al gran tamaño de sus moléculas. Esta coagulación es irreversible y se debe a la desnaturalización producida por los agentes ya nombrados que actúan sobre la proteína y destruyen sus estructuras secundaria y terciaria.

PROCEDIMIENTO:
- Añadimos en 2 tubos de ensayo 2-3ml de leche.
-Añadimos en uno de ellos 2-3ml de alcohol etílico.
-En el otro, añadimos 2-3 ml de HCl concentrado
-Observamos resultados:

RESULTADOS:

En la imagen podemos observar como las proteínas de la leche se han coagulado en ambos casos.

2. REACCIONES COLOREADAS ESPECÍFICAS (BIURIET)

La reacción de Biuret trata de la tinción del enlace peptídico CO-NH encontrado en proteínas y péptidos que sirve para su identificación. El reactivo Biuriet contiene CuSO4 y NaOH. El Cu se coordina con los enlaces peptídicos dando lugar a un color violeta, que aumenta de intensidad si hay una cantidad elevada de proteínas.

PROCEDIMIENTO:
-En un tubo de ensayo añadimos 3ml de solución de albúmina al 1-2%.
-Añadimos 4-5 gotas de solución de SO4Cu al 1%
-Añadimos 3ml de solución de NaOH al 20%
-Agitamos para que se mezcle todo completamente.
-Realizamos lo mismo añadiendo agua en vez de albúmina para comparar los resultados.
-Observamos los resultados.

RESULTADOS:

Como podemos observar, la tinción del primer tubo de ensayo, el que contiene la proteína albúmina, es mucho más intensa que la del segundo, en el que hemos añadido agua. Por tanto, sabemos que en el primero hay mayor concentración de proteínas que en el segundo.

RECONOCIMIENTO DE LÍPIDOS

RECONOCIMIENTO DE LÍPIDOS

MATERIALES:

-Tubos de ensayo.                                             - Solución de NaOH (aprox. al 5%)

-Gradilla                                                            - Solución de Sudán III

-Varillas de vidrio.                                            - Tinta china roja.

-Mechero                                                           - Acetona

-Vasos de precipitados                                      - Aceite de oliva.

-Pipetas.                                                            -Benceno

1. SAPONIFICACIÓN

Una grasa está formada por un ácido graso y glicerina. Cuando se mezcla con NaOH en caliente la grasa se descompone en estos dos elementos, que se combinan con el ion Na para dar jabón.

PROCEDIMIENTO:

-Añadir en un tubo de ensayo 2ml de aceite y 2 de la disolución de NaOH.

-Agitar muy bien y colocar al baño maría aproximadamente 25 minutos

-Observar los resultados.

RESULTADOS:

2. TINCIÓN

Los lípidos se colorean selectivamente de rojo-anaranjado con el colorante Sudán III.

PROCEDIMIENTO:

-Añadimos 2ml de aceite a dos tubos de ensayo.

-A uno de ellos lo añadimos 4-5 gotas de solución alcohólica de Sudán III.

-Al otro, 4-5 gotas de tinta rosa.

-Agitamos los dos tubos y los dejamos reposar.

-Observamos resultados.

RESULTADOS:

El tubo de ensayo de la izquierda (en el que hemos añadido tinta roja) vemos como el aceite no está teñido, la tinta está en el fondo del tubo. En cambio, en el de la derecha, el Sudán III ha teñido todos los lípidos del recipiente.

3. SOLUBILIDAD

Los lípidos son insolubles en el agua, pero sí lo son en disolventes orgánicos como el éter o el benceno. Vamos a realizar una práctica para comprobarlo:

PROCEDIMIENTO

-Ponemos 2ml de aceite en dos tubos de ensayo.

-En uno de ellos añadimos 2ml de agua.

-En el otro,  2ml de benceno.

-Agitamos ambos tubos y dejamos reposar.

RESULTADOS

El tubo de la derecha, en el que hemos añadido aceite y agua, podemos ver las pequeñas gotas de aceite formando una emulsión, en cambio, en el segundo, vemos como el aceite de ha disuelto completamente; la mezcla es homogénea en tu totalidad.

INVESTIGACIÓN DE POLISACÁRIDOS

INVESTIGACIÓN DE POLISACÁRIDOS

ALMIDÓN

Para poder comprobar si hay almidón en alguna sustancia o alimento debemos añadir yodo, ya que se coloca en la superficie de uno de los componentes que pertenecen a este polisacárido (amilosa) y hacen que se tiña de azul (solo si ocurre en frío). 

El almidón está formado por la amilosa y la amilopectina:

http://trecetas.com/blog/tipos-de-almidon-y-sus-propiedades-culinarias

MATERIALES:

-Tubos de ensayo.
-Gradilla.
-Mechero.
-Mortero

- Lugol (yodo y yoduro potásico)

-Alimentos que puedan tener almidón. En este caso palmeras (pastas azucaradas), galletas, pavo y chocolate.

- Fehling A y B para comprobar si los alimentos tienen también glúcidos con poder reductor.

PROCEDIMIENTOS

1. Primero realizaremos la prueba de Lugol; agregamos unas gotas de Lugol a cada alimento directamente o después de haberlo triturado y hacerlo líquido.

• Con un mortero, triturar el alimento.
• Añadir agua al resultado y mezclar bien.
• Decantar la mezcla obtenida y extraer el líquido.

2. En estos mismos alimentos realizaremos las pruebas de Fehling A y B, como ya he explicado en la primera entrada.

Procedimiento por el cual 

comprobamos si el almidón es 

reductor. (Sí lo es, pues se tiñe de naranja)

RESULTADOS

Al añadir el Lugol a la galleta se ha teñido de azul, pues contiene almidón.

PALMERA:

1. Lugol: + (contiene almidón)

2. Fehling: + (contiene azúcares reductores).

PAVO:

1. Lugol: - (NO contiene almidón)

2. Fehling: - (NO contiene azúcares reductores)

CHOCOLATE:

1. Lugol: - (NO contiene almidón)

2. Fehling: + (SI contiene azúcares reductores)

ESTUDIO DE AZÚCARES REDUCTORES EN LOS GÚCIDOS

1. ESTUDIO DE AZÚCARES REDUCTORES EN LOS GÚCIDOS

Realizamos la práctica para averiguar si los distintos tipos de glúcidos contienen poder reductor.

1. Materiales

-Tubos de ensayo

-Gradilla

-Pinzas

-Mechero

-Pipetas

-Solución de Lugol

-Solución de Fehling A (CuSO4) y B (NaOH)

-Bicarbonato.

-ClH diluido

-Soluciones al 5% (aproximadmente) de glucosa, almidón, lactosa, fructosa y sacarosa.

   2. Procedimiento  

- Echamos 3ml de todas nuestras soluciones en distintos tubos de ensayo.

-Añadimos 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B a cada tubo.

-Calentamos los tubos hasta que hiervan utilizando un mechero y las pindas hasta que hierva y se aprecie un cambio de color.

-Si el cambio de color da lugar a una solución anaranjada, esta es positiva, Si el color obtenido es grisáceo, es negativa.

  3. Resultados

Obtenemos que la glucosa, la lactosa y la fructosa tienen poder reductor ya que tienen el grupo OH sel carbono 2 libre. En cambio, el almidón y la sacarosa dan resultados negativos. El agua no presenta ningún resultado, pues no tiene poder reductor. 

2. HIDRÓLISIS DE LA SACAROSA

Como hemos visto en la práctica anterior, la sacarosa no tiene poder reductor ya que no tiene carbonos anoméricos; está formada por glucosa y fructosa mediante el OH libre en ambos disacáridos. Como la glucosa y la fructosa son reductoras, vamos a tratar hidrolizar la sacarosa con HCl y calor.

!. Procedimiento

- En un tubo de ensayo añadimos 3ml de sacarosa y 10ml de HCl.

-Calentamos con un mechero y pinzas durante 5 min.

-Dejar enfriar.

-Neutralizar la muestra añaniendo 3ml de solución alcalina.

2. Resultados

Como podemos observar, la sacarora (primer tubo de ensayo) se ha hidrolizado ya que ha cambiado de color a anaranjado. Ahora, tenemos monosacáridos reductores. (Glucosa y fructosa)